Methods in molecular biology vol 1602 reverse genetics of RNA viruses methods and protocols

289 834 0
Methods in molecular biology vol 1602 reverse genetics of RNA viruses methods and protocols

Đang tải... (xem toàn văn)

Tài liệu hạn chế xem trước, để xem đầy đủ mời bạn chọn Tải xuống

Thông tin tài liệu

Methods in Molecular Biology 1602 Daniel R Perez Editor Reverse Genetics of RNA Viruses Methods and Protocols Methods in Molecular Biology Series Editor John M. Walker School of Life and Medical Sciences University of Hertfordshire Hatfield, Hertfordshire, AL10 9AB, UK For further volumes: http://www.springer.com/series/7651 Reverse Genetics of RNA Viruses Methods and Protocols Edited by Daniel R Perez Department of Population Health, Poultry Diagnostic and Research Center, College of Veterinary Medicine, University of Georgia, Athens, GA, USA Editor Daniel R Perez Department of Population Health,   Poultry Diagnostic and Research Center,   College of Veterinary Medicine University of Georgia Athens, GA, USA ISSN 1064-3745     ISSN 1940-6029 (electronic) Methods in Molecular Biology ISBN 978-1-4939-6962-3    ISBN 978-1-4939-6964-7 (eBook) DOI 10.1007/978-1-4939-6964-7 Library of Congress Control Number: 2017936192 © Springer Science+Business Media LLC 2017 This work is subject to copyright All rights are reserved by the Publisher, whether the whole or part of the material is concerned, specifically the rights of translation, reprinting, reuse of illustrations, recitation, broadcasting, reproduction on microfilms or in any other physical way, and transmission or information storage and retrieval, electronic adaptation, computer software, or by similar or dissimilar methodology now known or hereafter developed The use of general descriptive names, registered names, trademarks, service marks, etc in this publication does not imply, even in the absence of a specific statement, that such names are exempt from the relevant protective laws and regulations and therefore free for general use The publisher, the authors and the editors are safe to assume that the advice and information in this book are believed to be true and accurate at the date of publication Neither the publisher nor the authors or the editors give a warranty, express or implied, with respect to the material contained herein or for any errors or omissions that may have been made The publisher remains neutral with regard to jurisdictional claims in published maps and institutional affiliations Printed on acid-free paper This Humana Press imprint is published by Springer Nature The registered company is Springer Science+Business Media LLC The registered company address is: 233 Spring Street, New York, NY 10013, U.S.A Preface The International Committee on Taxonomy of Viruses (ICTV) classifies RNA viruses as those that belong to Group III, Group IV, or Group V of the Baltimore classification system and contain ribonucleic acid (RNA) as genetic material throughout their entire life cycle Group III includes double-stranded RNA viruses (dsRNAs), whereas Groups IV and V contain single-stranded RNA viruses (ssRNAs) of positive and negative polarity, respectively Positive sense RNA viruses (+ssRNAs) are those in which the RNA itself is translated by the host cell translation machinery and initiates an infectious cycle de novo In contrast, negative sense RNA viruses (−ssRNAs) cannot be translated directly and require copying of the negative sense RNA into a positive sense RNA strand before the infection can proceed In biology, the term “forward genetics” is used to define an approach that seeks to find the genetic basis of a phenotype or trait Forward genetics of RNA viruses implies imposing them to various stress conditions and then defining the genetic changes that occurred in the process The term “reverse genetics” is an approach to unravel the function of a gene by establishing and analyzing the phenotypic effects of (artificially) engineered gene sequences In case of RNA viruses, reverse genetics invariably requires the de novo reconstitution of the virus from a cDNA copy Using molecular biology, cDNA copies of RNA viruses are cloned into a variety of vectors, most typically and in order of preference, plasmids, bacterial artificial chromosomes or bacmids, or recombinant viral vectors The ability to further manipulate DNA elements encoding portions or entire cDNA copies of RNA viruses has revolutionized the manner in which these viruses can be studied and understood Thanks to reverse genetics, it is possible to better define the molecular mechanisms that modulate pathogenesis, transmission, and host range of RNA viruses, to study virus evolution, receptor binding characteristics, virus entry, replication, assembly, and budding Reverse genetics allows the development of novel vaccine strategies and to better test and/or develop alternative intervention strategies such as novel antivirals Perhaps the initial perception is to think that reverse genetics of dsRNAs and +ssRNAs is easier than −ssRNAs; however, genome size, secondary RNA structures, genome segmentation, cryptic signal sequences, among other issues, make reverse genetics of all kinds of RNA viruses equally challenging This book Reverse Genetics of RNA Viruses: Methods and Protocols is a compilation of 16 chapters summarizing reverse genetics breakthroughs and detailed reverse genetics protocols The book does not cover every reverse genetics protocol for every RNA virus Instead, it does provide comprehensive protocols for those RNA viruses that were initially the most challenging to obtain and/or that were developed most recently This book, of course, would not have been possible without the outstanding and most generous contributions of our authors who are leaders in their respective fields and that have shared their insights and step-by-step protocols to help you, our colleagues, with your own research endeavors I hope you find this book helpful Athens, GA, USA Daniel R. Perez v Contents Preface v Contributors ix   Reverse Genetics for Mammalian Orthoreovirus Johnasha D Stuart, Matthew B Phillips, and Karl W Boehme   Development and Characterization of an Infectious cDNA Clone of Equine Arteritis Virus Udeni B.R Balasuriya and Jianqiang Zhang   Reverse Genetics for Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus Mingyuan Han, Hanzhong Ke, Yijun Du, Qingzhan Zhang, and Dongwan Yoo   Reverse Genetics of Zika Virus Chao Shan, Xuping Xie, and Pei-Yong Shi   Efficient Reverse Genetic Systems for Rapid Genetic Manipulation of Emergent and Preemergent Infectious Coronaviruses Adam S Cockrell, Anne Beall, Boyd Yount, and Ralph Baric   Reverse Genetics System for the Avian Coronavirus Infectious Bronchitis Virus Erica Bickerton, Sarah M Keep, and Paul Britton   Rescue of Sendai Virus from Cloned cDNA Shringkhala Bajimaya, Tsuyoshi Hayashi, and Toru Takimoto   BAC-Based Recovery of Recombinant Respiratory Syncytial Virus (RSV) Christopher C Stobart, Anne L Hotard, Jia Meng, and Martin L Moore   Recovery of a Paramyxovirus, the Human Metapneumovirus, from Cloned cDNA B.G van den Hoogen and R.A.M Fouchier 10 Reverse Genetics of Newcastle Disease Virus Stivalis Cardenas-Garcia and Claudio L Afonso 11 Reverse Genetics Systems for Filoviruses Thomas Hoenen and Heinz Feldmann 12 Rapid Reverse Genetics Systems for Rhabdoviruses: From Forward to Reverse and Back Again Tobias Nolden and Stefan Finke 13 Lassa Virus Reverse Genetics Luis Martínez-Sobrido, Slobodan Paessler, and Juan Carlos de la Torre vii 11 29 47 59 83 103 111 125 141 159 171 185 viii Contents 14 Reverse Genetics of Influenza B Viruses 205 Aitor Nogales, Daniel R Perez, Jefferson Santos, Courtney Finch, and Luis Martínez-Sobrido 15 Rescue of Infectious Salmon Anemia Virus (ISAV) from Cloned cDNA 239 Daniela Toro-Ascuy and Marcelo Cortez-San Martín 16 Plasmid-Based Reverse Genetics of Influenza A Virus 251 Daniel R Perez, Matthew Angel, Ana Silvia Gonzalez-Reiche, Jefferson Santos, Adebimpe Obadan, and Luis Martinez-Sobrido Index 275 Contributors Claudio L. Afonso  •  Southeast Poultry Research Laboratory, United Sates Department of Agriculture, Athens, GA, USA Matthew Angel  •  Department of Population Health, Poultry Diagnostic and Research Center, University of Georgia, Athens, GA, USA Shringkhala Bajimaya  •  Department of Microbiology and Immunology, University of Rochester School of Medicine and Dentistry, Rochester, NY, USA Udeni B.R. Balasuriya  •  Maxwell H. Gluck Equine Research Center, Department of Veterinary Science, University of Kentucky, Lexington, KY, USA Ralph Baric  •  Department of Epidemiology, University of North Carolina-Chapel Hill, Chapel Hill, NC, USA; Departments of Microbiology and Immunology, University of North Carolina-Chapel Hill, Chapel Hill, NC, USA Anne Beall  •  Department of Microbiology and Immunology, University of North Carolina-Chapel Hill, Chapel Hill, NC, USA Erica Bickerton  •  The Pirbright Institute, Pirbright, UK Karl W. Boehme  •  Department of Microbiology and Immunology, University of Arkansas for Medical Sciences, Little Rock, AR, USA Paul Britton  •  The Pirbright Institute, Pirbright, UK Stivalis Cardenas-Garcia  •  United States Department of Agriculture, Southeast Poultry Research Laboratory, Athens, GA, USA; Department of Population Health, Poultry Diagnostic and Research Center, College of Veterinary Medicine, The University of Georgia, Athens, GA, USA Adam S. Cockrell  •  Department of Epidemiology, University of North Carolina-­Chapel Hill, Chapel Hill, NC, USA Yijun Du  •  Department of Pathobiology University of Illinois at Urbana-Champaign, Urbana, IL, USA; Shandong Key Laboratory of Animal Disease Control and Breeding, Institute of Animal Science and Veterinary Medicine, Shandong Academy of Agricultural, Sciences, Jinan, China Heinz Feldmann  •  Laboratory of Virology, Division of Intramural Research, National Institute of Allergy and Infectious Diseases, National Institutes of Health, Hamilton, MT, USA Courtney Finch  •  Division of Viral Products, Office of Vaccines Research and Review, Center for Biologics Evaluation and Research, US Food and Drug Administration, Silver Spring, MD, USA Stefan Finke  •  Institute of Molecular Virology and Cell Biology, Friedrich-Loeffler-­Institut, Greifswald, Insel Riems, Germany R.A.M. Fouchier  •  Department of Viroscience, Erasmus MC, University Medical Center Rotterdam, Rotterdam, The Netherlands Ana Silvia Gonzalez-Reiche  •  Department of Population Health, Poultry Diagnostic and Research Center, University of Georgia, Athens, GA, USA ix x Contributors Mingyuan Han  •  Department of Pathobiology, University of Illinois at UrbanaChampaign,Urbana, IL, USA; Department of Pediatrics and Communicable Diseases, University of Michigan Medical School, Ann Arbor, MI, USA Tsuyoshi Hayashi  •  Department of Microbiology and Immunology, University of Rochester School of Medicine and Dentistry, Rochester, NY, USA Thomas Hoenen  •  Laboratory of Virology, Division of Intramural Research, National Institute of Allergy and Infectious Diseases, National Institutes of Health, Hamilton, MT, USA; Institute of Molecular Virology and Cell Biology, Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald, Insel Riems, Germany Anne L. Hotard  •  Department of Pediatrics, Emory University School of Medicine, Atlanta, GA, USA; Children’s Healthcare of Atlanta, Atlanta, GA, USA Hanzhong Ke  •  Department of Pathobiology, University of Illinois at Urbana-­ Champaign, Urbana, IL, USA Sarah M. Keep  •  The Pirbright Institute, Pirbright, UK Luis Martínez-Sobrido  •  Department of Microbiology and Immunology, University of Rochester School of Medicine and Dentistry, Rochester, NY, USA Jia Meng  •  Department of Pediatrics, Emory University School of Medicine, Atlanta, GA, USA; Children’s Healthcare of Atlanta, Atlanta, GA, USA Martin L. Moore  •  Department of Pediatrics, Emory University School of Medicine, Atlanta, GA, USA; Children’s Healthcare of Atlanta, Atlanta, GA, USA Marcelo Cortez-San Martín  •  Laboratory of Molecular Virology, Faculty of Chemistry and Biology, University of Santiago of Chile, Santiago, Chile Aitor Nogales  •  Department of Microbiology and Immunology, University of Rochester School of Medicine and Dentistry, Rochester, NY, USA Tobias Nolden  •  Institute of Molecular Virology and Cell Biology, Friedrich-LoefflerInstitut, Greifswald, Insel Riems, Germany; ViraTherapeutics, Innsbruck, Austria Adebimpe Obadan  •  Department of Population Health, Poultry Diagnostic and Research Center, College of Veterinary Medicine, University of Georgia, Athens, GA, USA Slobodan Paessler  •  University of Texas Medical Branch, Galveston, TX, USA Daniel R. Perez  •  Department of Population Health, Poultry Diagnostic and Research Center, College of Veterinary Medicine, University of Georgia, Athens, GA, USA Matthew B. Phillips  •  Department of Microbiology and Immunology, University of Arkansas for Medical Sciences, Little Rock, AR, USA Jefferson Santos  •  Department of Population Health, Poultry Diagnostic and Research Center, College of Veterinary Medicine, University of Georgia, Athens, GA, USA Chao Shan  •  Departments of Biochemistry & Molecular Biology, Pharmacology & Toxicology, and Sealy Center for Structural Biology & Molecular Biophysics, University of Texas Medical Branch, Galveston, TX, USA Pei-Yong Shi  •  Departments of Biochemistry & Molecular Biology and Pharmacology & Toxicology, and Sealy Center for Structural Biology & Molecular Biophysics, University of Texas Medical Branch, Galveston, TX, USA Christopher C. Stobart  •  Department of Pediatrics, Emory University School of Medicine, Atlanta, GA, USA; Children’s Healthcare of Atlanta, Atlanta, GA, USA Johnasha D. Stuart  •  Department of Microbiology and Immunology, University of Arkansas for Medical Sciences, Little Rock, AR, USA Toru Takimoto  •  Department of Microbiology and Immunology, University of Rochester School of Medicine and Dentistry, Rochester, NY, USA Contributors xi Juan Carlos de la Torre  •  Department of Immunology and Microbial Science, The Scripps Research Institute, La Jolla, CA, USA Daniela Toro-Ascuy  •  Laboratory of Molecular Virology, Faculty of Chemistry and Biology, University of Santiago of Chile, Santiago, Chile B.G. van den Hoogen  •  Department of Viroscience, Erasmus MC, University Medical Center Rotterdam, Rotterdam, The Netherlands Xuping Xie  •  Departments of Biochemistry & Molecular Biology and Pharmacology & Toxicology, and Sealy Center for Structural Biology & Molecular Biophysics, University of Texas Medical Branch, Galveston, TX, USA Dongwan Yoo  •  Department of Pathobiology, University of Illinois at Urbana-­Champaign, Urbana, IL, USA Boyd Yount  •  Department of Epidemiology, University of North Carolina-Chapel Hill, Chapel Hill, NC, USA Jianqiang Zhang  •  Department of Veterinary Diagnostic and Production Animal Medicine, College of Veterinary Medicine, Iowa State University, Ames, IA, USA Qingzhan Zhang  •  Department of Pathobiology, University of Illinois at Urbana-­Champaign, Urbana, IL, USA Influenza A Reverse Genetics 267 investigators, it is best to count cells using a hemocytometer prior to seeding on the plate A HEK293T/MDCK cell ratio of 1:1–5:1 can be used Consistent virus rescue results are obtained when HEK293T cells are seeded at 4.5 × 105 cells/ well and MDCK cells are seeded at 1.0 × 105 cells/well in this cocultured format (4.5:1 ratio) Add the cell suspension to a 6-well plate, 3 mL per well 3.6.2  Day 2: The Next Day (16–24 h After Cell Seeding), Prepare the Cocktail of Eight Plasmids (One Plasmid per Influenza Viral RNA Gene Segment) in a 1.5 mL Microcentrifuge Tube Please Note That the Use of Filter Tips Is Recommended for This and Subsequent Steps to Avoid Potential Contaminations If a working stock of each plasmid has been prepared at 100 ng/μL, pipet 10 μL of each plasmid (1 μg of each plasmid, 8 μg pDNA) To the plasmid DNA cocktail, add 20 μL of Opti MEM I (1:2.5 ratio) Mix well The tube will now contain ~100 μL In a separate tube prepare 85 μL of Opti MEM I and add 16 μL of TransIT-LT1 (2 μL/μg of plasmid DNA) The tube will now contain ~100 μL It is easier to calculate the total amount of Opti MEM I/TransIT-LT1 needed for all the transfections and prepare a cocktail with the total volume (plus extra ~10% excess for both) Vortex the Opti MEM I/TransIT-LT1 cocktail and add 100 μL to the plasmid DNA/Opti MEM I mixture Mix well It is essential to change tips to go to the next sample, the system is so sensitive that cross-contaminations will occur if proper care is not taken when handling the samples Incubate the mixture at room temperature for approximately 45 min, and then add 800 μL of OptiMEM I-AB Remove the medium from the cells in the 6-wells plate, add the transfection mixture to the cells (t = 0) Incubate the cells for 6–12 h in a 5% CO2 incubator at 37 °C. Washing the cells prior to addition of the transfection mixture is not necessary Use caution when adding transfection mixture onto the cells It is best to place the pipet tip as close as possible to the cell monolayer and pipet down dropwise while at the same time preventing the formation of aerosols After 6–12 h transfection, remove the transfection mixture from cells (very slowly), add 1 mL of OptiMEM I-AB to the cells and incubate at 37 °C until 24 h post-transfection (hpt) in a 5% CO2 incubator Removal of transfection reaction is best accomplished by tilting the plate slightly towards the user, inserting a pipet tip touching the wall of the well most proximal to the user and pipetting up slowly until most of the medium has been removed It is not crucial to wash the cells after this step before going into next At 24 hpt, add 2 mL of OptiMEM I-AB containing 1.5 μg/mL TPCK-trypsin to the cells (1 μg/mL final concentration) 268 Daniel R Perez et al 3.6.3  Day Onwards (48–72 h Post-transfection): Monitor Cells for Cytopathic Effect (CPE), Particularly in the MDCK Cells (See Notes 13 and 14) Small Foci of Dead Cells Indicative of Active Influenza A Virus Replication may Become Apparent for Some, But Not All, Successful Virus Rescues Regardless of the Presence of CPE, at 72 hpt (Earlier and/or Later if Desired) Proceed by 3.7  Generation of Influenza A Virus by Reverse Genetics Using Alternative Ambisense Plasmid Vectors Withdrawing 1 mL of the cell culture supernatant to a microcentrifuge tube and centrifuge at 5000 rpm (~1300 × g) for 5 min Remove 900 μL of the supernatant to a new fresh tube and add 500 μL/well to MDCK cells for a blind passage (i.e., 12-well plate) Incubate the supernatant with MDCK cells for 1 h at room temperature, discard the supernatant and add virus growth medium containing 1 μg/mL of TPCK-trypsin and monitor for the presence of virus by CPE and/or HA assay at 48–72 hpi (as described in Chapter 11) CPE and/or HA positive samples indicative of influenza A virus rescue can be either stored at −70 °C for later or further amplified in either MDCK cells or 8–10-day-old chicken embryonated eggs in order to produce virus stocks Details on virus amplification and characterization are extensively covered in Chapter 11 (see Note 15) While efficient, the generation of influenza A viruses by a pol I approach is thought to be species specific requiring a species match between the pol I promoter and the cell type [15] Herein, we describe the procedure to produce influenza A viruses in porcine cell and avian cell types using species specific bidirectional vectors, pPIG2012 and pMACk2009, respectively The pPIG2012 vector (Fig. 4) is a derivative of pHW2000 in which the 212 nt of the human pol I promoter sequence was replaced with a 168 nt sequence corresponding to the swine pol I promoter The pPIG2012, like pHW2000, contains two BsmBI sites for cloning of full-length cDNA copies of influenza A virus gene segments Viral segments are amplified and cloned into pPIG2012 in essentially the same manner as described in Hoffmann et al [11, 16] and before with alternative reverse primers The pMACk2009 is a derivative of pDP2002 in which the human pol I promoter sequence was replaced with a 415 nt sequence corresponding to the chicken pol I promoter (Fig. 4) A spacer region of 29 nt flanked by AarI sites is removed and replaced with the corresponding full-length cDNA copies of influenza A virus gene segments Materials and procedures for cloning of influenza segments into either pPIG2012 or pMACk2009 are the same as for pDP2002, except that treatment of digested vectors with Shrimp Alkaline Phosphatase is recommended to minimize background noise from the vectors’ self-ligation Influenza A virus reverse genetics rescue using the pPIG2012-­ based vector is carried out using PK(15) cells, which are routinely maintained in DMEM supplemented with 10% FBS, 25 mM HEPES, and 1× antibiotic-antimycotic solution For virus rescue, PK(15) cells are cocultured with MDCK cells at a ratio of ~4:1 In a 6-well plates 4 × 105 PK(15) cells and 1.0 × 105 MDCK cells are seeded per well Transfection conditions, precautions, and downstream procedures are as explained above (Subheading 3.6) Influenza A Reverse Genetics 269 For influenza virus rescue using the pMACk2009, consistent results are obtained using DF-1 cells This cells are maintained in DMEM supplemented with 10% FBS, 25 mM HEPES, and 1× antibiotic-antimycotic solution Since DF-1 cells are sensitive to the action of TPCK-trypsin, the reverse genetics procedure is modified from the one described above (Subheading 3.6) as follows: 3.7.1  Day 1: DF-1 Cells Are Seeded at 1.5– 1.8 × 106 Cells per Well in a 6-Well Seeded 24 h Prior Transfection The Use of Cocultured MDCK Cells Is Omitted 3.7.2  Day 2: Plasmid DNA/Opti-MEM I and OptiMEM I/Transit LT1 Is Prepared as Described in Subheading 3.6, Except that Opti-MEM Is Supplemented with 0.15% (v/v) of BSA (Bovine Albumin Fraction V, 7.5%) 3.7.3  Day Onwards (48–72 hpt) Incubate the mixture at room temperature for 45 min, and then add 800 μL of OptiMEM I-AB/0.15% BSA Remove the medium from the cells in the six-well plate, add the transfection mixture to the cells (t = 0) Incubate the cells at 37 °C for 6 h in a 5% CO2 incubator Washing the cells prior to addition of the transfection mixture is not necessary At 6 hours post-transfection, remove the transfection mixture from cells (very slowly) and replace with Opti-MEM AB supplemented with 0.15% BSA and 5% allantoic fluid from 9-dayold embryonated chicken eggs The allantoic fluid serves as a source of trypsin-like proteases necessary for influenza A virus growth that at the same time helps DF-1 cells to remain attached to the well Remove 1 mL of the cell culture supernatant to a microcentrifuge tube and centrifuge at 5000 rpm for 5 min Remove 900 μL of the supernatant to a new tube and add 500 μL/well to MDCK cells for a blind passage (i.e., 12-well plate) Incubate the supernatant with the MDCK cells for 1 h, discard the supernatant and add virus growth medium containing 1 μg/mL of TPCK-trypsin and monitor for the presence of virus by CPE and/or HA assay at 48–72 hpi (as described in Chapter 11) CPE and/or HA positive samples indicative of influenza A virus rescue can be either stored at −70 °C for later or further amplified in either MDCK cells or 8–10-day-old chicken embryonated eggs in order to produce virus stocks 4  Notes Work with influenza A viruses must be conducted under appropriate biosafety (BSL) conditions Most institutions require inspections and approvals of laboratories prior to conducting work with infectious disease agents Prior to engaging in reverse genetics studies with influenza A viruses, consult with 270 Daniel R Perez et al pertinent biosafety officials on the type of biocontainment required at your institution Generation of aerosols while working with influenza A viruses must be prevented Adequately maintain and inspect equipment dedicated to work with influenza A viruses Other ambisense/bidirectional plasmids, such as pDZ [17] or pHW2000 [11], can be used for reverse genetics of influenza A viruses with appropriate amplification primers HEK293T and MDCK cells are also available from the Biodefense and Emerging Infections Research Resources Repository, BEI Resources: NR-9313 (HEK293T) and NR-2628 (MDCK); or from the Influenza Reagent Resource, IRR: FR-241 (HEK293T) and FR-242 (MDCK) It is important to keep track of cell passage number, particularly for MDCK cells, since it affects influenza A virus growth The use of late passage cells (above passage 50) is not recommended Tissue culture media, supplies and reagents and alternative transfection reagents are available through different vendors Listed above are those that have provided optimal results in our hands Other available RNA extraction reagents and methods can also be used, following the manufacturer’s recommendations RNA extraction using TRIzol reagent (Invitrogen) is preferred when high titer or high concentration of virus is not available Synthesis of cDNA can be performed using other reverse transcriptases following manufacturer’s directions The PCR amplification step is crucial; the use of other thermophilic DNA polymerase enzymes is possible but those mentioned above have provided the most robust results Primers can be modified based on specific needs In influenza A viruses, the first 12 nucleotides at the 3′ end and last 13 nucleotides at the 5′ end of each vRNA segment are highly conserved and the basis for the design of universal (Uni) primers [18–20] Larger viral segments (e.g., PB2, PB1, and PA) are more difficult to amplify because of their length (>2 kb) Consider using more cDNA as a template during the PCR reaction Alternatively, performing PCR amplification of overlapping fragments of smaller size followed by a second overlapping PCR yields satisfactory results It is not uncommon to find PCR fragments that are difficult to clone into any of the reverse genetics vectors A combination of inefficient restriction enzyme digestion and other inherent properties of the PCR product may in part explain such failures If that is the case, consider other PCR cloning shuttle vectors and proceed with subcloning into the bidirectional rescue plasmid after a suitable candidate has been obtained For cloning unstable inserts, consider the use of other E coli strains for improved stability Alternatively, decreasing temperature Influenza A Reverse Genetics 271 (e.g., 30 °C) helps with the cloning of unstable inserts into the ambisense rescue plasmids 10 Other ligation methods can be used following the manufacturer’s recommendations 11 Digestion of pDP2002 with BsmBI does not leave compatible ends for self-ligation However, carry over vector digested at a single site may lead to background noise in the absence of inserts Consider the use of alkaline phosphatases that catalyze the dephosphorylation of 5′ and 3′ ends of DNA (heat labile Shrimp Alkaline Phosphatase, for example) in order to reduce background We recommend the use of positive (digested plasmid vector plus a well characterized cloning fragment) and negative control ligation reactions (digested plasmid vector without PCR fragment), in order to determine background noise levels A ≥10:1 positive to background ratio is expected under normal conditions 12 Other E coli competent cells prepared by chemical method or electroporation can be used for plasmid transformation LB liquid media, SOC liquid media, LB agar plates, and Ampicillin 1000× can be purchased from commercial vendors ready to use or can be prepared in house 13 High quality plasmid preparations devoid of protein and other impurities are crucial for influenza A virus reverse genetics Measure DNA and RNA concentrations at an absorbance of 260 nm using a Nanodrop or similar spectrophotometer The 260/280 ratio is used to estimate sample purity A plasmid preparation with a 260/280 nm ratio of ≥1.8 is highly recommended Other miniprep or maxiprep purification kits can be used for isolation of plasmid DNA 14 HEK293T cells may detach in the presence of TPCK-trypsin and absence of serum This is not indicative of virus rescue 15 While procedures for analysis and characterization of influenza A and B viruses are the same, these viruses have distinct optimal growth temperatures In tissue culture, influenza A viruses grow at 35–37 °C and influenza B viruses replicate ideally at 33–35 °C. In eggs, the recommended temperature for growth of influenza A viruses is 35 °C while influenza B viruses are grown at 33 °C 16 While cloning adapters are described with BsmBI restriction sites, BsaI, AarI or BbsI restriction sites may be used Restriction sites should be chosen in such a way that internal digestion of the segment should be avoided Bm-NA 1F and Bm-NA 1413R will amplify NA segments from N1, N2, N4, N5, and N8 subtypes pMACk2009 and pPIG2012 utilize the universal forward primers used for pDP2002 Alternative restriction sites may also be used on the reverse primers for pMACk2009 and pPIG2012, however care must be taken in their design to include the appropriate overhangs for each vector 272 Daniel R Perez et al Acknowledgments M.A is funded by the Intramural Research Program of the NIH, NIAID, A. S G.-R., J. S., A. O and D. R P.’s research is funded by the University of Georgia, NIH contract HHSN272201400008C, and Scientific Cooperative Agreements with ARS-USDA. L.M-S is funded by the University of Rochester and the NH contract HHSN272201400005C References King AMQ, Adams MJ, Carstens EB, Lefkowitz EJ (2012) Ninth Report of the International Committee on Taxonomy of Viruses Elsevier Academic Press, San Diego Tong S, Li Y, Rivailler P, Conrardy C, Castillo DA, Chen LM, Recuenco S, Ellison JA, Davis CT, York IA, Turmelle AS, Moran D, Rogers S, Shi M, Tao Y, Weil MR, Tang K, Rowe LA, Sammons S, Xu X, Frace M, Lindblade KA, Cox NJ, Anderson LJ, Rupprecht CE, Donis RO (2012) A distinct lineage of influenza A virus from bats Proc Natl Acad Sci U S A 109(11):4269–4274 doi:10.1073/pnas.1116200109 Tong S, Zhu X, Li Y, Shi M, Zhang J, Bourgeois M, Yang H, Chen X, Recuenco S, Gomez J, Chen LM, Johnson A, Tao Y, Dreyfus C, Yu W, McBride R, Carney PJ, Gilbert AT, Chang J, Guo Z, Davis CT, Paulson JC, Stevens J, Rupprecht CE, Holmes EC, Wilson IA, Donis RO (2013) New world bats harbor diverse influenza A viruses PLoS Pathog 9(10):e1003657 doi:10.1371/journal.ppat.1003657 Brunotte L, Beer M, Horie M, Schwemmle M (2016) Chiropteran influenza viruses: flu from bats or a relic from the past? Curr Opin Virol 16:114–119 doi:10.1016/j.coviro.2016.02 003 Webster RG, Yakhno M, Hinshaw VS, Bean WJ, Murti KG (1978) Intestinal influenza: replication and characterization of influenza viruses in ducks Virology 84(2):268–278 Webster RG, Hinshaw VS, Bean WJ, Sriram G (1980) Influenza viruses: transmission between species Philos Trans R Soc Lond Ser B Biol Sci 288(1029):439–447 Hinshaw VS (1998) Influenza in other Species (Seal, Whale, and Mink) In: Nicholson KG, Webster RG, Hay AJ (eds) Textbook of Influenza Blackwell Science Ltd., Oxford, pp 163–167 Reid AH, Taubenberger JK, Fanning TG (2004) Evidence of an absence: the genetic origins of the 1918 pandemic influenza virus Nat Rev Microbiol 2(11):909–914 doi:10.1038/nrmicro1027 Smith GJ, Vijaykrishna D, Bahl J, Lycett SJ, Worobey M, Pybus OG, Ma SK, Cheung CL, Raghwani J, Bhatt S, Peiris JS, Guan Y, Rambaut A (2009) Origins and evolutionary genomics of the 2009 swine-origin H1N1 influenza A epidemic Nature 459(7250):1122–1125 doi:10.1038/nature08182 10 Sorrell EM, Wan H, Araya Y, Song H, Perez DR (2009) Minimal molecular constraints for respiratory droplet transmission of an avian-­human H9N2 influenza A virus Proc Natl Acad Sci U S A 106(18):7565–7570 doi:10.1073/ pnas.0900877106 11 Herfst S, Schrauwen EJ, Linster M, Chutinimitkul S, de Wit E, Munster VJ, Sorrell EM, Bestebroer TM, Burke DF, Smith DJ, Rimmelzwaan GF, Osterhaus AD, Fouchier RA (2012) Airborne transmission of influenza A/H5N1 virus between ferrets Science 336(6088):1534–1541 doi:10.1126/science.1213362 12 Sutton TC, Finch C, Shao H, Angel M, Chen H, Capua I, Cattoli G, Monne I, Perez DR (2014) Airborne transmission of highly pathogenic H7N1 influenza virus in ferrets J Virol 88(12):6623–6635 doi:10.1128/ JVI.02765-13 13 Imai M, Watanabe T, Hatta M, Das SC, Ozawa M, Shinya K, Zhong G, Hanson A, Katsura H, Watanabe S, Li C, Kawakami E, Yamada S, Kiso M, Suzuki Y, Maher EA, Neumann G, Kawaoka Y (2012) Experimental adaptation of an influenza H5 HA confers respiratory droplet transmission to a reassortant H5 HA/H1N1 virus in ferrets Nature 486(7403):420–428 doi:10.1038/nature10831 14 Stobart CC, Moore ML (2014) RNA virus reverse genetics and vaccine design Viruses 6(7):2531–2550 doi:10.3390/v6072531 15 Engelhardt OG (2013) Many ways to make an influenza virus review of influenza virus Influenza A Reverse Genetics reverse genetics methods Influenza Other Respir Viruses 7(3):249–256 doi:10.1111/ j.1750-2659.2012.00392.x 16 de Wit E, Spronken MI, Vervaet G, Rimmelzwaan GF, Osterhaus AD, Fouchier RA (2007) A reverse-genetics system for Influenza A virus using T7 RNA polymerase J Gen Virol 88(Pt 4):1281–1287 doi:10.1099/ vir.0.82452-0 17 Neumann G, Watanabe T, Ito H, Watanabe S, Goto H, Gao P, Hughes M, Perez DR, Donis R, Hoffmann E, Hobom G, Kawaoka Y (1999) Generation of influenza A viruses entirely from cloned cDNAs Proc Natl Acad Sci U S A 96(16):9345–9350 273 18 Fodor E, Devenish L, Engelhardt OG, Palese P, Brownlee GG, Garcia-Sastre A (1999) Rescue of influenza A virus from recombinant DNA. J Virol 73(11):9679–9682 19 Hoffmann E, Neumann G, Hobom G, Webster RG, Kawaoka Y (2000) “Ambisense” approach for the generation of influenza A virus: vRNA and mRNA synthesis from one template Virology 267(2):310–317 20 Hoffmann E, Neumann G, Kawaoka Y, Hobom G, Webster RG (2000) A DNA transfection system for generation of influenza A virus from eight plasmids Proc Natl Acad Sci U S A 97(11):6108–6113 ­ doi:10.1073/ pnas.100133697 Index A African green monkey kidney epithelial cells�������������������191 Bs-C-1���������������������������������������������������������������� 105, 106 MA-104�����������������������������������������������������������������������44 MARC-145������������������������������������������������ 34, 40–42, 44 Vero������������������������������������������������49–51, 57, 85, 89–94, 104, 108, 120, 129, 135, 136, 138, 162, 165–167, 191, 197, 198, 202, 233 Vero-81������������������������������������������������������������� 71, 74–76 Agar�������������������������������������������������������������������������� 176, 182 Bacto-Agar��������������������������������������������������� 5, 8, 13, 210 plates��������������������������������� 13, 20, 39, 114, 115, 144, 145, 176, 182, 209, 210, 219, 258, 264, 271 Agarose��������������������������������15, 18, 22, 23, 26, 37, 39, 42, 54, 64, 70–73, 91, 92, 96–97, 100, 105, 113, 119, 120, 144, 147, 177, 179, 181, 209, 210, 217–219, 230, 242, 243, 246, 255, 258, 262, 263, 265, 266 Alexa Fluor�������������������������������������������������������������������������43 Allantoic fluid (AF)����������������������������87, 107, 109, 143, 144, 154, 155, 213, 220, 223–230, 234, 260, 261, 269 Amalgamation��������������������������������������������������������������������19 Amphotericin B�������������������������������������5, 113, 115, 116, 119 Ampicillin���������������������������������������������������������������� 176, 190 powder������������������������������������������������������������������������209 resistance�������������������������������������6, 12, 43, 181, 183, 232 solution��������������������������������������������������������������� 147, 210 Amplicons������������������������������������������������������������������������147 Antibiotic������������������������������� 13, 20, 21, 27, 69, 71, 72, 145, 150–152, 179, 181, 182 Antibiotic-Antimycotic cocktail�������������������������������������������������������������������������71 mix������������������������������������������������������������������������������266 solution����������������������������������������113, 259, 266, 268, 269 Antibody anti-mouse IgG������������������������������������������������������������34 SDOW17 mouse monoclonal�������������������������� 34, 42, 43 Anti-genome������������������������������������103, 112, 113, 115, 126, 127, 142–145, 173, 187–191 Antimycotic�����������������������������������������71, 113, 259, 266, 269 Aquatic birds������������������������������������������������������������ 252, 253 Arabinose�����������������������������������������������������������������180–182 Arenaviridae������������������������������������������������������ 185, 186, 199 Arenavirus/es������������������������������������������������������185–202 Junin virus ( JUNV)����������������������������������������������186 Lassa fever virus (LASV)�����������������������������185–202 Lujo virus (LUJV)������������������������������������������������186 lymphocytic choriomeningitis virus (LCMV)������������������������������������������������� 186, 199 Arteriviridae����������������������������������������������������� 11–27, 29–44 Arterivirus/es equine arteritis virus (EAV)������������������������ 11–27, 29 porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRS(v))���������������������������������������������������29–44 Atlantic salmon kidney cells ASK cells�������������������������������������240, 241, 244, 247, 248 Piscine������������������������������������������������������������������������239 salmo salar���������������������������������������������������������� 240, 241 salmon cells������������������������������������������������� 239–241, 244 B Baby Hamster Kidney Cells������������������������������� 3, 4, 6–8, 113, 115–117, 128–130, 132–133, 135–137, 173, 191, 200–202 BHK-21������������������������������� 4, 15, 23, 24, 44, 90, 94, 95, 112, 113, 190–198, 201, 202 expressing T7 RNA polymerase BHK-T7������������������������������������������������������� 3, 4, 6–8 BSR-T7��������������������������������������� 128–130, 132–133, 135–137, 173, 200–202 BSR-T7/5��������������������������������������������� 113, 115–117 Bacterial artificial chromosome (BAC)��������������������111–123 Baculovirus�������������������������������������������������������������������������62 BES medium���������������������������������������������������� 89, 92, 93, 99 Beta mercaptoethanol (β-ME)�����������������������������������241, 243, 244, 255, 261 BigDye Terminator v3.1 Cycle Sequencing Kit����������175, 177 Biosafety���������������������������������������������������������������������������199 BSL-2����������������������������������������������71–78, 155, 208, 254 BSL-3������������������������������������������67, 73–76, 78, 155, 255 BSL-4������������������������������������������162, 164, 165, 190, 199 Bovine Growth Hormone Polyadenylation Signal (aBGH)���������������������������������� 210, 211, 218, 259 Bovine serum albumin (BSA)�������������������23, 33, 43, 89, 105, 107, 108, 193, 198, 202, 212–214, 226, 228, 269 Bovine Albumin Fraction V������������������������������� 259, 269 Bucyrus strain���������� 12, 16, 26 (see also Equine arteritis virus (EAV)) Daniel R Perez (ed.), Reverse Genetics of RNA Viruses: Methods and Protocols, Methods in Molecular Biology, vol 1602, DOI 10.1007/978-1-4939-6964-7, © Springer Science+Business Media LLC 2017 275 Reverse Genetics of RNA Viruses: Methods and Protocols 276  Index    C CaCl2������������������������������������������������������������ 13, 21, 132, 134 Calf intestinal phosphatase (CIP)�������������������������� 70, 73, 77 Carbenicillin�����������������������������������������������������������������������69 Carboxymethylcellulose sodium salt�����������������������������������49 Cell counter������������������������������������������������ 24, 147, 152, 255 Centrifuge, micro centrifuge����������������������6, 8, 9, 14, 19, 21, 37, 50, 52–54, 120, 145, 146, 152, 154, 194, 197, 208, 209, 212, 222, 241, 255, 261, 262, 268, 269 Chicken���������������������������������������������������� 174, 190–192, 254 DF-1 cells�������������������������������������������������������������������269 embryo fibroblast, CEF cells�������������������� 91, 97, 98, 142 embryonated chicken epithelial cells (ECE cells)�����������������������������������������������������154 Gallus gallus����������������������������������������������������������������� 259 kidney cells, CK cells���������������������86–88, 91, 97, 99–101 RNA polymerase I (promoter) Ckpol I�����������������������������������������������������������������254 RNA polymerase II (promoter) ß-actin promoter����������������������������������� 174, 190–192 Chicken polymerase II�����������������������������������������������������190 Chloramphenicol��������������������������������������������������������������132 chloramphenicol acetyl transferase (CAT)������������������16, 128–130, 137, 138 CAT-ELISA���������������������������������������������������������132 Chloroform������������������������������������������ 22, 26, 50, 55, 70, 73, 74, 90, 94, 96, 101, 208 Cloning������������������������������������������ 11, 12, 17, 18, 26, 33, 34, 48, 55, 64, 69, 70, 78, 85, 88, 107, 111, 112, 122, 130, 143–145, 147, 149, 150, 156, 172, 174–176, 179–182, 208–211, 217–219, 231, 233, 242–244, 246–247, 254–258, 262–264, 268, 270, 271 Cluc���������������������������������������������������������� 190, 191, 194, 200 CMV enhancer�����������������������������������������������������������������174 Complementary DNA (cDNA) clone��������������������������3, 11–27, 30, 31, 34, 35, 39, 48–50, 55–56, 62, 103, 112, 125, 127, 128, 171, 183, 210, 218, 220–224, 233, 239–249, 253 full-length��������������������������������� 11, 12, 15–19, 23, 25, 26, 30, 31, 34, 39, 48, 50, 55–56, 62, 84, 85, 128, 131, 142–146, 151, 152, 155, 156, 172–174, 182, 183, 262, 268 infectious���������������������������������������������������������� 11–27, 48 synthesis���������������� 18, 208, 215–217, 255–257, 261–262 Complementary RNA (cRNA)������������������������������� 160, 161, 188, 210, 242, 245–246 Coronaviridae���������������������� 60–62, 65–67, 78, 83, 85–89, 98 avian coronavirus infectious bronchitis virus (IBV)���������� 83, 85–89, 98 bat coronavirus(es)�������������������������������������������� 61, 65, 67 human coronavirus(es) (HuCovs)����������59, 60, 62, 65, 66 middle eastern respiratory syndrome (MERS-CoV)���������������������60–63, 65–75, 77, 78 porcine epidemic diarrhea virus (PEDV)�������������60, 61, 63 severe acute respiratory syndrome MA15 strain�����������������������������������������������������������67 SARS-CoV������������������������������������ 60–62, 65–67, 78 transmissible gastroenteritis virus (TGEV)������������61, 62 Crystal violet����������������������� 49, 106, 214, 215, 225, 227–229 Cuvette������������������������������������ 24, 25, 27, 50, 57, 71, 75, 176 Cypridina noctiluca���������������������������������������������������� 190, 191 Cypridina noctiluca luciferase (Cluc)������������������������� 190, 194 Cytomegalovirus (CMV)���������������������������17, 30, 31, 44, 86, 91, 137, 174, 210, 218, 254, 259 enhancer���������������������������������������������������������������������174 immediate early promoter CMVie��������������������� 137, 173 promoter (pCMV)����������������������������� 210, 218, 254, 259 Cytomegalovirus immediate early promoter���������������������173 Cytopathic effect (CPE)������������������������������9, 25, 41, 71, 75, 77, 78, 88, 92, 93, 95, 98, 99, 101, 108, 115, 117, 118, 136, 138, 164, 197, 223, 248, 268, 269 D Deoxynucleotides (dNTPs)���������� 37, 162, 165, 178, 179, 181, 208, 209, 216, 218, 242, 243, 245, 255, 262, 265 Diethylaminoethyl-Dextran (DEAE-Dextran)���������������214 Diethylpyrocarbonate (DEPC)�������������������������� 74, 208, 242 Dimethylsulfoxide (DMSO)�������������������������������������� 49, 165 Dipeptidyl peptidase (DDP4)�����������������������������������68, 69 Dithiothreitol (DTT)����������������������������15, 23, 162, 165, 216 DNA�����������������������14, 17, 18, 26, 33, 37, 50, 144, 149, 156, 174–177, 179, 181, 242, 243, 245, 255, 262 gel extraction kit����������������������������������� 36, 144, 145, 147 ladder���������������������������������������������������������������� 22, 70, 72 mini kit����������������������������������������������������������� 90, 94, 101 polymerase expand HF������������������������������������������������������������262 GoTaq������������������������������������������ 174, 176, 177, 181 high fidelity�������������������������������14, 17, 26, 33, 37, 50 pfuULTRATM II fusion HS������������������������ 149, 156 Pfx������������������������������������������������������������������������243 phusion����������������������������������������� 175, 179, 255, 262 Taq�������������������������������������18, 50, 144, 177, 242, 245 purification kit���������������������������������������������� 33, 114, 255 sequencing BigDye Terminator V3.1 Cycle Sequencing Kit���175 transfection���������������������������� 30, 196, 201, 221, 233, 247 Dulbecco’s modified Eagle medium (DMEM)������������������5–7, 34, 41, 49–51, 57, 71, 105, 107, 129, 130, 146, 151, 152, 154, 162, 164, 192, 212, 214, 221, 228, 259, 260, 266, 268, 269 High glucose DMEM���������������������������� 49, 50, 146, 259 E E coli�������������������������������������������������������� 174, 176, 179–182 competent cells��������������������������������12, 34, 232, 264, 271 DH10B��������������������������������������������������������������� 108, 258 DH5α������������� 12, 16, 19–22, 34, 36, 38, 39, 43, 209, 219 Reverse Genetics of RNA Viruses: Methods and Protocols 277 Index       Gb05-Dir��������������������������������������������������� 176, 180–182 Guanine Phosphoribosyltransferase (Ecogpt)������������� 85–90, 92, 94 JM109�������������������������������������������������������������������������219 Novablue����������������������������������������������������� 242, 243, 246 Stabl2����������������������������������������������������������������� 145, 150 Top10������������������������������������������������� 144, 147, 149, 264 Eagle’s minimum essential medium (E-MEM)����������������15, 89, 90, 92, 93, 100, 113, 119–121 Egg(s) incubator����������������������������������������������������� 147, 213, 255 puncher��������������������������������������������������������������� 147, 154 specific pathogen free (SPF)�����������105, 147, 154, 213, 260 Electroporation��������������������������������������������������������� 181, 182 electroporator������������������������������������������� 24, 71, 75, 176 Ingenio electroporation solution�����������������������������������50 Equine arteritis virus (EAV)������������11(see also Arteriviridae) Equine endothelial cells (EECs)����������������������������������15, 24 EthBr�������������������������������37, 39, 70, 72, 73, 91, 97, 263, 265 EtOH����������������������������14, 20, 22, 23, 26, 50, 52, 55, 56, 70, 73, 90, 94, 96, 97, 106, 147, 154, 156, 162, 164, 208, 213, 223, 241, 255, 261 Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)������������� 15, 23, 58, 70, 71, 74, 90, 91, 177, 259 F Far-Red Fluorescent Protein (fRFP)��������������������������������113 Ferritin-Supplemented Bovine Calf Serum������������������������15 Fetal bovine serum (FBS)�����������������������5, 15, 24, 34, 41, 49, 51, 57, 71, 113, 115, 116, 119, 146, 151, 152, 154, 162, 164, 192, 195–197, 201, 212, 221, 228, 243, 259, 260, 266, 268, 269 heat inactivated�������������������� 146, 162, 164, 212, 259, 262 Fetal calf serum (FCS)����������������������������� 105, 129, 130, 136 Filovirus/es���������������������������������159 (see also Rhabdoviridae) Finger protein Z���������������������������������������������������������������186 Firefly (luciferase)������������������������������������� 128, 133, 134, 200 Flaviviridae������������������������������������������������������������� 47–58, 66 flavivirus(es) chikungunya virus���������������������������������������������������47 dengue virus (DENV)��������������������������������������47, 66 Japanese encephalitis virus ( JEV)���������������������������47 tick-borne encephalitis virus (TBEV)��������������������47 West Nile virus (WNV)�����������������������������������������47 yellow fever virus (YFV)����������������������������������������47 Zika virus (ZIKV)�������������������������������������� 47–58, 66 Fluorescein isothiocyanate conjugate, FITC conjugate���������������������������������������������������������202 Fluoromount-G������������������������������������������������������������34, 43 Forward genetics����������������������������������������������������������1, 173 Fowlpox virus (expressing T7 RNA polymerase) rFPV-T7����������������������������������������������� 85, 86, 91, 97–99 Fugene������������������������������������������������������������������������������244 Fusion protein cleavage site�����������137, 142, 144–145, 147–149 G Gain-of-function (GOF)���������������������������������������������������67 Gaussia luciferase (Gluc)���������������������������������������������������190 Gel documentation system��������������������������������������������������70 electrophoresis������������������������������������ 39, 55, 70, 72, 73, 91, 96–97, 145, 147, 149–151, 168, 177, 179, 181, 210, 217–219, 230, 262, 266 extraction kit����������������������������������� 18, 33, 37, 39, 70, 73, 144, 145, 147, 175–177, 218, 255, 258, 262, 263 loading buffer��������������������������������������������������� 15, 23, 39 SYBR safe������������������������������������������������������������������144 GenBank�����������������������������������������������������12, 15, 17, 35, 48 Gene replacement����������������������142, 144, 145, 149–151, 155 Geneticin G418�������������������������������������������������� 130, 132, 133, 137 Gentamicin������������������������������������������������������� 105, 243, 244 Glasgow-Modified Eagle’s Medium (G-MEM)���������������90, 113, 115, 116, 118 Glucose�������������������������������������������������������������������������13, 21 GlutaMax������������������������������������������������������������������� 90, 105 Glycerol��������������������������13, 20, 21, 26, 56, 91, 114, 115, 233 GoTaq DNA Polymerase��������������������������������� 174, 176, 177 Green fluorescent protein (GFP)���������������������� 32, 130, 131, 138, 156, 162, 164, 190, 195, 199 Guillain-Barré syndrome����������������������������������������������������48 H HBS��������������������������������������������������129, 131, 132, 134, 137 HCl�������������������������������������������������������������� 89–91, 177, 179 Hemagglutination (HA) assay������������������������� 107, 213–214, 224–226, 268, 269 Hemagglutinin (HA)�������������������������������154, 206, 207, 217, 221, 251, 252, 256, 262, 268, 269 Hemocytometer������������������������������������50, 74, 147, 152, 195, 196, 214, 215, 221, 222, 230, 234, 267 Henrietta Lacks Hela cells�������������������������������������������������������������� 11, 146 HeLa T4+ cells���������������������������������������������������� 105, 106 HEp-2 cells��������� 113, 119–121, 144, 146, 147, 152, 155 Hepatitis delta virus ribozyme sequence���������������������������173 Hepatocyte cellular carcinoma cells HuH7 cells�����������������������������������������������������������������162 H2O DEPC-treated���������������������208, 209, 230, 241–244, 255 double distilled (ddH2O)����������������������������8, 55, 71, 177, 193, 208, 209, 213–216, 218, 219, 228, 230, 255, 260, 262, 263, 265 nuclease free��������������������������� 19, 22, 23, 50, 53, 56, 115, 144, 145, 175, 176, 178, 179 RNAse-free�������������������14, 37, 40, 71, 77, 162, 165, 208, 209, 215, 230, 241–243, 245, 246, 255, 260, 261 sterile���������� 14, 19, 22, 37–39, 105, 130–132, 134, 135, 244 Reverse Genetics of RNA Viruses: Methods and Protocols 278  Index    Homologous recombination (HR) Linear-To-Linear (LLHR)����������������� 174–176, 179–183 Rece/T���������������������������������������������������������������� 174, 181 Host switching�����������������������������������������������������������������252 Human embryonic kidney cells HEK293 cells����������������������������������������������������� 165, 210 HEK293T cells��������������������������210, 212, 220, 221, 229, 230, 232–234, 259, 266, 267, 270, 271 Human metapneumovirus�����������125 (see also Paramyxoviridae) Hypoxanthine��������������������������������������������86, 89, 90, 92, 100 I Immunofluorescence assay (IF, IFA)������������41, 43, 202, 214, 224–227, 234 In vitro transcription����������������� 15, 23, 30, 48, 50, 56, 62, 64 Infectious Bronchitis Virus����������� 83 (see also Coronaviridae) Infectious RNA transcripts�������������������������������������������������84 Infectious Salmon Anemia Virus (ISAV)�����������������239–249 (see also Orthomyxoviridae) Influenza A virus���������������251 (see also Orthmomyxoviridae) Influenza B virus������������������205 (see also Orthomyxoviridae) Intergenic spacer (IGS)����������������������������������������������������240 Intermediate shuttle plasmids���������������������������������������������16 Internal transcribed spacer region Its-1����������������������������������������������������������������������������240 Iodine����������������������������������������������������������������������� 147, 154 Isoamyl alcohol����������������������������������������������� 90, 94, 96, 101 Isopropanol isopropyl alcohol��������������������������������������������������� 73, 208 J Joklik’s Minimum Essential Medium ( JMEM)����������� 5, 7, K Kanamycin��������������������������������������������������������������������69, 70 KCl������������������������������������������������13, 89, 179, 209, 213, 244 KH2PO4������������������������������������������������������������� 89, 213, 244 Kozak sequence����������������������������������������������������������������130 L L-arabinose, arabinose�������������������������������������� 176, 180–182 Lassa virus�������������������������������185 (see also Paramyxoviridae) Leader 3’leader����������������������������������������������������������������� 76, 103 Leibovitz medium, L-15������������������������������������������ 243, 244 L-Glutamine, glutamine����������������������5, 49, 50, 89–91, 113, 119, 129, 130, 162, 212, 243, 244 Lipofectamine 2000 (LPF2000)�������������������34, 40, 106, 107, 113, 116, 129, 146, 152, 193, 194, 212, 220, 221 Lipofectin��������������������������������������������������������������� 90, 91, 99 L polymerase������������������������������������������������������������ 186, 187 Luciferase (LUC)�����������������������������128, 129, 131, 133–134, 162, 164, 190, 200 Assay�������������������������������������������������� 129, 132–134, 194 Luminometer��������������������������������������������������� 191, 194, 195 Lysogeny Broth LB agar����������������������������������������� 13, 20, 34, 39, 50, 144, 145, 176, 182, 210, 219, 258, 264, 271 LB broth���������������20, 69, 70, 72, 114, 145, 148, 151, 176 LB freezing medium�����������������������������������������������������20 LB medium���������������������������������13, 20, 21, 33, 181, 182 LB plates�����������������������13, 20, 39, 69, 72, 144, 145, 147, 150, 176, 182, 183, 210, 219, 233, 258, 264, 271 Luria Bertani (LB)������������������������13, 144, 145, 242, 243 Luria Broth����������������������������������������� 113, 209, 232, 258 M m7G[5′]PPP[5′]G RNA cap structure analogue����������������15 Madin-Darby Canine Kidney cells (MDCK cells)������������212, 213, 215, 220–230, 233, 234, 259, 260, 266–270 Magnetic-ring stand�����������������������������������������������������������14 Mammalian Orthoreovirus�������������������1 (see also Reoviridae) Mammarenavirus���������������������������185 (see also Arenaviridae) Medium 199�����������������������������������������������������������������������91 Messenger RNA (mRNA)�������������������������23, 30, 32, 64, 77, 104, 108, 126–128, 141, 160, 188, 210, 211, 218, 240, 253, 254, 258 MgCl2������������������������������ 13, 14, 21, 177, 179, 181, 209, 216 MgSO4�������������������������������������������������������������������������������13 Microcephaly����������������������������������������������������������������������48 Minigenome (MG) assay������������������188, 190–195, 200, 201 Minimum essential medium (MEM)���������������� 71, 113, 119, 121, 129, 130, 132, 133, 135 Mini-replicon������������������������������������������� 128–134, 137, 138 Monomeric Katushka-2 protein (Mkate2)�������������� 113, 117, 121, 122 Mosquito, Aedes Spp���������������������������������������������������������47 Mouse fibroblast cells, L929 cells����������������������������� 3, 5, 7, Mouse RNA polymerase I (mPol-I)���������������������������������190 Multi-cloning site (MCS)������������������������������������������������143 Mutagenesis�����������������������������������������������������������������������25 Mycophenolic acid (MPA)������������ 86, 87, 89, 90, 92, 93, 100 N NaAc����������������������������������������� 22, 50, 55, 57, 70, 73, 90, 96 NaCl��������������������������������������������������� 13, 33, 71, 89, 90, 129, 193, 209, 213, 244 NaHCO3������������������������������������������������������ 89–91, 105, 214 NaOH���������������������������������������������������������� 13, 90, 129, 209 Na2HPO4.7H2O���������������������������������������������������������������193 Nanodrop����������������������������40, 56, 70, 73, 96, 209, 215, 218, 219, 230, 255, 260, 262, 266, 271 Negative strand RNA viruses�������������������������������������������171 Neuraminidase (NA)��������������������������������206, 207, 217, 221, 232, 251, 252, 256, 262, 271 Neutral red solution����������������������������������������������������������������� 6–8, 90 stain������������������������������������������������������������������������������71 Newcastle disease virus������������141 (see also Paramyxoviridae) Reverse Genetics of RNA Viruses: Methods and Protocols 279 Index       N-2-Hydroxyethylpiperazine-N’-2-Ethanesulfonic Acid (HEPES)����������� 49, 129, 214, 259, 260, 268, 269 Nidovirales nidovirus����������������������������������������������������� 12, 29, 30, 83 N,N-Bis(2-Hydroxyethyl)-2-Aminoethanesulphonic Acid (BES (medium))����������������������������� 89, 92, 93, 99 Nonessential amino acids�������������������������������������������������130 Nuclease-free water�������������������������������������������������� 175, 176 Nystatin������������������������������������������������������������������������89–91 O Oligonucleotide������������������������������16, 17, 25, 175–177, 179, 181, 217, 247, 256–257 Opti-MEM I��������������������������������������������5–7, 113, 146, 192, 194–197, 202, 259, 269 Orbital shaker���������������������������������������������������������������������14 Orthomyxoviridae��������������������������������������������� 239–249, 251 Orthomyxovirus����������������������������������������������������������251 Influenzavirus A���������������������������������������������������251 Influenzavirus B����������������������������������������������������251 Influenzavirus C���������������������������������������������������251 Influenzavirus D���������������������������������������������������251 Isavirus������������������������������������������������������������������251 Quaranjavirus�������������������������������������������������������251 Thogotovirus��������������������������������������������������������251 P Paraffin wax����������������������������������������������������������������������213 Paraformaldehyde���������������������������������������������������������������41 Paramyxoviridae������������������������������� 103–109, 126, 141–156 Paramyxovirus(es)��������������������������������������� 112, 115–118 Newcastle Disease virus (NDV)�������������������141–156 Respiratory Syncytial Virus (RSV)�����������������������126 RSV A2-Line19F��������������������������������� 112, 115–118 Sendai Virus (SEV)��������������������������������������103–109 Rule of six������������������������������������� 104, 141, 143, 155 Penicillin��������������������������5, 15, 49, 51, 89–91, 113, 115, 116, 119, 129, 130, 146, 151, 154, 162, 192, 212 Penicillin/Streptomycin (PS)����������������������15, 49, 51, 89–91, 113, 115, 116, 129, 130, 146, 151, 154, 162, 192 Penicillin/Streptomycin/L-Glutamine (PSG)��������������� 5, 15, 91, 113, 162, 212–214, 221, 228 Phenol������������������������������������������������������������ 90, 94, 96, 101 Phenol red��������������������������������������������������������������������49, 51 Phenol\chloroform\isoamyl alcohol�����������������������������������22 Phenol-chloroform solution�����������������������������������������������50 Phosphate-buffered saline (PBS)�������������������� 6–9, 113, 146, 151, 152, 212, 244, 259 PBSa����������������������������������������������������������� 89, 92, 93, 99 Phusion�������������������������������������������������������������������� 175, 179 Plaque assay���������������������������������� 7–9, 49, 51–52, 57, 64, 75, 76, 106, 202, 214, 225, 227, 228, 249 purification���������������������������������75, 89, 92–93, 100, 104, 105, 112, 113, 118–120, 156, 224, 229 Plasmid(s) 8-plasmid system������������������������������������������������ 254, 266 bidirectional��������������������������������207, 210, 211, 218, 232, 254, 258–259, 270 helper��������������������������������������3, 104, 111–113, 115–116, 122, 142–144, 146, 152, 163, 164 low copy vector��������������������������������������� 48, 62, 115, 143 maxi kit������������������������������������������������14, 16, 20, 50, 258 midiprep�����������������������������������������������������������������6, 246 miniprep��������������������������������������������34, 39, 40, 243, 246 pA2-Lopt�������������������������������������������������������������������113 pA2-M2-1opt������������������������������������������������������������113 pA2-Nopt�������������������������������������������������������������������113 pA2-Popt��������������������������������������������������������������������113 pacyc177�����������������������������������������������������������������������48 pAR1219��������������������������������������������������������������������131 pAR3126��������������������������������������������������������������������131 pCAGGS����������������������������174, 190–193, 195, 200, 201 pCAGGS-L��������������������������������������� 163, 188, 191, 193 pCAGGS NP����������������������������������������������������� 163, 193 pCI-neo����������������������������������������������������������������������243 pCI-Nuc������������������������������������������������86, 88, 91, 97, 99 pCITE������������������������������������������������������������������������130 pCITE-L�����������������������������������������������������������132–135 pCITE-M2.1��������������������������������������������� 130, 132–135 pCITE-N��������������������������������������������������� 130, 132–135 pCITE-P���������������������������������������������������� 130, 132–135 pCR2.1��������������������������������������������������������� 48, 144, 147 pCR-XL-TOPO����������������������������������������������������������69 pDP-2002����������������������������209–211, 218–221, 231–233 pFL12����������������������������������������������33, 35, 36, 39, 43, 44 pFL12 ‘Rna Launch����������������������������������������� 30, 31, 33 pGPTNEB193������������������������������������������������� 85–88, 91 pHaHdmin����������������������������������������� 175–177, 179–183 pHW2000��������������������������� 210, 211, 230, 258, 268, 270 pRL-Sv40��������������������������������������������������� 131–133, 137 pSeV(E)������������������������������������������������������ 105, 107, 108 pSin4.6�������������������������������������������������������������������16, 19 pSin8.5�������������������������������������������������������������������16, 19 pSP72����������������������������������������������������������������� 130, 131 pSP72-P T7-δ-TT7��������������������������������������������������������130 pSS-URG����������������������������240, 242–244, 246–247, 249 pSynkRSV-l19F������������������������������������������������� 113, 122 pTF1-SVL��������������������������������������������������������� 106, 107 pTF1-SVNP������������������������������������������������������ 106, 107 pTF1-SVP���������������������������������������������������������� 106, 107 pTriex-3����������������������������������������������������������������������243 pTS27�������������������������������������������������������������������������137 pUC57������������������������������������������������������������������ 69, 246 pXJ41�����������������������������������������33, 35, 36, 38, 39, 42–44 pXJ41-FL13 ‘DNA launch�������������������������������������������33 pXJ-FL13��������������������������������������������������������� 35–40, 42 Plasmid-based rescue system������������������������������������������ 2, 111, 173, 254 reverse genetics���������������������������1–2, 111, 173, 174, 179, 188, 190, 207, 220, 241, 254, 258–259, 266 Reverse Genetics of RNA Viruses: Methods and Protocols 280  Index    Pneumoviridae���������������������������125–128, 130, 131, 137, 138 Pneumovirus human metapneumovirus (HMPV)������������ 125–128, 130, 131, 137, 138 Poliovirus�������������������������������������������������������������������� 11, 141 Polymerase chain reaction (PCR) amplification���������������������������������16–18, 26, 37, 50, 143, 155, 156, 173–179, 181, 216, 217, 229, 233, 242, 245–247, 256–257, 262, 270 clean-up system������������������������������������������ 209, 242, 246 cycler��������������������������������������������������� 163, 165, 168, 242 long range RT-PCR���������������������������������������������������177 one-step RT-PCR�������������������������������� 50, 144, 242, 245 purification kit�������������������������� 33, 38, 39, 156, 163, 165, 168, 255, 258, 263 RACE��������������������������������������������������������������������������17 thermal cycler����������������������������������������������� 54, 175, 179 Porcine pancreatic trypsin����������������������������������������� 146, 154 Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus������������������������������29 (see also Arteriviridae) Positive-sense�������������������������������������������������������������������127 Primer�������������������������� 6, 8, 17, 18, 33, 35, 53, 66, 71, 72, 78, 144, 145, 147–149, 165–168, 174, 177, 216, 217, 231, 242, 243, 245, 255, 256, 261, 262, 264, 270 Proteinase K������������������������������������������������14, 22, 90, 94, 96 R Rabbit���������������������������������������������������������������������������������15 β-globin polyadenylation��������������������������������������������190 β-globin terminator����������������������������������������������������241 kidney cells RK-13 cells�������������������������������������������������������������15 Rabies virus��������������������������������171 (see also Rhabdoviridae) Really interesting new gene����������������������������������������������186 Reassortant reassortment�����������������������������������������������������������3, 252 Recombination����������������������������������174, 175, 177, 179–183 Rece/T Recombinase��������������������������������������������������181 Red blood cells (RBCs) chicken����������������������������������������213, 224–226, 230, 234 turkey�������������������������������������������213, 224–226, 230, 234 Renilla luciferase������������������������������������������������������� 131, 134 Reoviridae�����������������������������������������������������������������������������2 orthoreovirus���������������������������������������������������������� 2, 5, type Lang (T1L)�������������������������������������������� 2, 5, type Jones (T2J)�����������������������������������������������������2 type Dearing(T3D)��������������������������������������� 2, 5, rotavirus��������������������������������������������������������������������2 Reptarenavirus������������������������������������������������������������������185 Respiratory syncytial virus�������111 (see also Paramyxoviridae) Restriction enzymes AarI����������������������������� 231, 255, 257, 262, 263, 268, 271 AscI������������������������������������������������������������ 35–39, 42, 44 BglI������������������������������������������������������������������� 62–64, 73 BsaI������������������������������� 62, 231, 255, 257, 262, 263, 271 BsbI����������������������������������������������������������������������������130 BsmbI�����������������������������������������130, 209–211, 217, 218, 231–233, 255, 258, 262, 263, 268, 271 ClaI�������������������������������������������������������������������������������55 DpnI������������������������������������������������������������������� 176, 181 EcorV������������������������������������������������������������� 16–19, 122 HpaI���������������������������������������������������������������������������130 MluI���������������������������������������������������������������������������243 NcoI���������������������������������������������������������������������������243 NdeI���������������������������������������������������������������������������130 PacI������������������������������������������������������������������� 35–40, 44 restriction endonuclease/s��������� 14, 17, 62, 64, 85, 231, 233 SapI�����������������������������������������62, 63, 241, 242, 246, 249 SmaI���������������������������������������������������������������������������243 XbaI���������������������������������������������������������������� 18–19, 243 XhoI��������������������������������������������������������� 16–19, 22, 243 Reverse genetics���������������������������������������� 171–177, 179–181 de novo�����������������������������������������������������������������������254 plasmid-based�������������� 2, 3, 207, 211, 220, 230, 240, 254 systems�������������������������3, 4, 32, 61, 66, 83–101, 104, 126, 160, 171, 172, 189, 190, 232, 239, 240, 254 vector��������������������������� 173, 179, 254, 258, 259, 262, 270 Reverse transcriptase�����������������144, 147, 174, 175, 177–179 Reverse Transcription Kit���������������������������������������������71 Reverse Transcription Polymerase Chain Reaction (RT-PCR)�������������������������� 8, 11, 16–18, 26, 48, 50, 53–55, 78, 87, 88, 99, 101, 143, 147, 155, 174–177, 211, 216, 229, 233, 242, 245, 248, 249, 260 RT-PCR kit�������������������������������������������������� 144, 147 Rhabdoviridae rhabdovirus(es)����������������������������174, 175, 177, 178, 180 RABV�����������������������������������������������������������171–174 SAD B19, �������������������������������������������� 174, 177, 178 SAD L16���������������������������������������������� 175, 178, 180 Rhesus macaque kidney epithelial cells LLC-MK2 cells������������������������������������������ 105, 107, 108 Ribonuclease Inhibitor��������������������������������������������� 174, 175 Ribonuclease/s��������������������������������������������15, 174, 175, 177, 178, 208, 255, 262 ribonuclease inhibitor RNAse inhibitor���������������������������������������������������208 RNASin������������������� 15, 174, 175, 177, 178, 255, 262 RNAses���������������������������������������208, 215, 255, 260, 261 Ribonucleoprotein (RNP)������������������������������� 103, 141–142, 155, 160–162, 173, 186, 187, 207, 211, 240 RNA��������������������������2, 11, 12, 30, 31, 47, 71, 74, 76–78, 83, 84, 103, 108, 111, 125–128, 142, 155–156, 160, 162, 171, 173, 186, 187, 205–208, 210, 211, 215, 218, 230, 233, 239, 244, 251, 253, 254, 258, 270 5’-Pyrophosphohydrolase (RppH)���������������������� 174, 176 circularization��������������������������������������������� 174, 176, 177 genome bi-segmented������������������������������������������������ 186, 187 negative sense���������������������2, 83, 103, 108, 125–127, 160, 162, 186, 205–207, 251, 253 Reverse Genetics of RNA Viruses: Methods and Protocols 281 Index       negative strand(ed)���������� 11, 111, 142, 171, 186, 187 non-segmented��������������125, 142, 155–156, 160, 173 positive sense��������2, 11, 30, 47, 83, 84, 103, 108, 127 positive strand(ed)��������������������������������������������������12 segmented����������������������������������������� 2, 142, 205, 251 single strand(ed)����������� 30, 47, 83, 84, 125, 186, 187, 205–207, 239, 251, 253 infectious transcripts�����������������������������������������������12, 17 polymerase I (promoter)���������������������������������������������210 chicken (ckPolI)����������������������������������������������������254 human (hPolI)��������������� 207, 210, 211, 218, 233, 258 mouse (mPolI) murine������������������������������������������������������������������210 swine (swPolI)������������������������������������������������������254 polymerase I terminator�������������������������������������� 207, 211 mouse pol I terminator (mT1) murine���������������������������������������������������������� 207, 211 polymerase II (promoter)����������������������������� 86, 160, 173, 207, 211, 218, 254, 259 purification Hibind������������������������������������������������������������������244 RNAeasy Mini Kit�����������������������������������������������208 TRIzol���������������������������������������76, 78, 215, 230, 270 transfection�������������������������������������������������������������������30 viral��������������������������������������������������������65, 66, 71, 76, 78 full length������������������ 11, 31, 71, 74, 77, 78, 127, 128 sub genomic sgRNA(s)�����������������������������������������65, 66, 71, 76, 78 virus(es)���������������������30, 83, 84, 111, 126, 141, 142, 156, 160, 162, 171, 172, 176, 186, 187, 197, 205, 253 S SDS�������������������������������������������������������������������� 5, 15, 23, 90 Segment exchange������������������������������������������������������������252 Select agent�������������������������������������������������� 66, 78, 155, 255 Self-cleaving ribozyme�������������������������������������������������3, 253 hammerhead (HH)�������������� 104, 173, 179, 240, 241, 246 hepatitis delta virus ribozyme (HDVrz)�������������� 48, 143, 173, 174, 194, 201 hepatitis delta ribozyme������������������������������������������3, 253 Sendai virus�����������������������������103 (see also Paramyxoviridae) Severe acute respiratory syndrome virus����������������� 60(see also Coronaviridae) Shrimp Alkaline Phosphatase (SAP)����������209, 232, 268, 271 Site-directed mutagenesis������������14, 142, 144–145, 147–149 Sodium phosphate Na2HPO4��������������������������������������������� 89, 129, 213, 244 Na2HPO4.7H2O���������������������������������������������������������193 Sodium pyruvate��������������������������������������������������� 15, 71, 130 Sonicator����������������������������������������������������������������������90, 91 SP6 promoter����������������������������������������������������������� 17, 31, 70 transcription kit������������������������������������������������������70, 74 Spectrophotometer���������������������������200, 209, 215, 218, 219, 230, 255, 260, 262, 266, 271 Streptomycin�������������������������� 5, 15, 49, 51, 89–91, 113, 115, 116, 119, 129, 130, 146, 151, 154, 162, 212 Super Optimal Broth (SOB)�����������������13, 26, 209, 232, 258 Super Optimal Broth with Catabolite Repression (SOC)�������������������������������������13, 19, 34, 38, 113, 114, 209, 219, 258, 264, 271 Sus Scrofa (Pig) Epithelial Kidney PK(15) cells����������������������������������������������������������������259 T T4 DNA ligase����������������������������������� 14, 33, 38, 50, 70, 149, 209, 219, 241, 246, 255, 263 RNA ligase������������������������������������������������� 174, 176–178 T7 promoter����������������������������� 12, 16–19, 33, 64, 84, 86–88, 91, 104, 105, 112, 127–130, 173, 200, 201 RNA polymerase���������������������� 3, 4, 8, 12, 15, 23, 84–88, 104, 106, 108, 109, 113, 127, 128, 141, 142, 144, 146, 160, 161, 173, 187, 190, 200 RNA promoter�������������������������������������������������� 3, 12, 84, 86–87, 97, 128 termination sequence����������������������������������������������������84 terminator������������������������������������������� 128, 130, 143, 174 transcription kit�������������������������������������������� 3, 50, 70, 74 TAE buffer������������������������������������������������������������� 37, 70, 72 TATA box���������������������������������������������������������������������������35 TE buffer����������������������������������������������������������������������90, 95 Thermal cycler���������������������������������������������������������� 175, 176 Thymidine kinase (TK)������������������������������������������������������84 Tissue culture flasks T-150���������������������������������������������������������� 162, 164, 168 T-175����������������������������������������������������������������������71, 74 T-25����������������������������������������������������������������������������136 T-75�������������������������������������������������57, 75, 136, 192, 259 Tissue culture infectious dose 50 (TCID50)����������� 136, 215, 224–226, 228–229, 234, 260 Tissue culture plates 12-well������������������������������������ 41, 76, 191, 195, 244, 247, 248, 259, 268, 269 6-well������������������������������������ 6, 7, 34, 191, 193, 196, 214, 220, 222, 225, 228, 229, 266–269 96-well������������������� 14, 119, 202, 214, 215, 225, 226, 228 Tissue culture-treated 35 mm dish(es)�������������������������������������������������������34, 40 60 mm dish(es)�����������������������������������������������������������6, Tosylsulfonyl Phenylalanyl Chloromethyl KetoneTrypsin(TPCK-Trypsin)���������������� 212, 220, 222, 223, 226, 228, 229, 234, 259, 260, 267–269, 271 Total RNA kit�������������������������������������������� 76, 143, 241, 244 Trailer sequence 5’ trailer�����������������������������������������������������������������������103 Transcription-regulatory sequence (TRS)��������������������30, 32 Transfection���������������������������� 2, 23, 30, 50, 62, 88, 105, 111, 125, 146, 161, 182, 190, 207, 243, 259 Reverse Genetics of RNA Viruses: Methods and Protocols 282  Index    Transformation������������������������� 19–20, 26, 27, 38, 43, 69–72, 113–115, 122, 232, 233, 263–264, 271 Transient dominant selection (TDS)�������������������� 85–90, 100 Transilluminator�����������������������������������������������������������70, 77 Transit LT1��������������������6, 7, 9, 162, 164, 167, 260, 267, 269 Tris(hydroxymethyl)aminomethane base (Tris)����������� 55, 58, 70, 91 Tris(hydroxymethyl)aminomethane hydrochloride (Tris-Hcl)����������������������������������� 90, 91, 177, 179 Triton X-100������������������������������������������������������������ 198, 214 Trizol������������������������71, 76, 78, 199, 208, 215, 230, 260, 270 Trypan Blue����������������������������������������������������������������������147 Trypsin������������������������15, 24, 27, 57, 77, 105, 106, 108, 109, 137, 146, 154, 212, 220–222, 226, 228, 229, 234, 259, 260, 266–269, 271 Trypsin solution���������������������������������115, 118, 119, 129, 130 Trypsin-ethylenediaminetetraacetic acid trypsin-EDTA (Solution)���������������������������15, 49, 51, 71, 74, 146, 151, 194–197, 212, 221, 222 Tryptone�����������������������������������������������������������������������������34 bacto-tryptone���������������������������������������������� 13, 209, 213 Tryptose phosphate broth (TPB)���������������������������������89–91 rVV(s)�������������������������������� 85–89, 91, 93, 94, 96, 99–101 VTF7.3���������������������������������������������������������������104–108 V-bottom 96-well plate�������������������������������������������� 213, 226 Vero���������������������������������������������������191, 192, 197, 198, 202 Vesicular Stomatitis (VSV)����������������������������������������������171 Viral polymerase complex������������� 103, 128, 210, 211, 240, 254 RNA���������������� 2, 8, 11, 14, 18, 31, 50, 52–53, 57, 62, 65, 71, 74, 76, 77, 101, 104, 108, 125–127, 160, 162, 164, 165, 186–188, 239, 241, 244, 247, 254, 267 RNA Isolation Kit��������������������������������������������������14, 18 RNA mini kit������������������������������������14, 18, 50, 162, 164 vRNA�������������������������������������������������126, 160, 173, 174, 177, 188, 190–192, 194, 200, 207–212, 215–217, 231, 233, 240, 243–244, 247–249, 253–255, 258, 260–262, 270 Virus recovery��������� 2, 3, 7–8, 67, 88, 91, 94, 99, 101, 108, 116, 120–121, 125–138, 142, 173, 207, 220, 230 rescue�������������������������� 4, 6, 108, 111, 129, 134–136, 142, 151, 153–155, 168, 193, 201, 211–213, 220, 221, 223, 230, 232–234, 239, 240, 268, 269, 271 U X Uni12 primer��������������������������������������������������������������������261 Untranslated Region(s) 3’UTR(s)����������������������������������������������������������������������78 5’UTR(s)����������������������������������������������������������������������64 Xanthine����������������������������������������������������86, 89, 90, 92, 100 X-Gal����������������������������������������������������������������������� 145, 147 V Yeast Bacto-yeast extract��������������������������������������������������������13 Vaccinia virus�������������������������������������������� 104, 108, 142, 146 modified vaccinia virus Ankara MVA-T7��������������������������������������� 104, 108, 142, 146 Y Z Zika virus����������������������������������������� 47 (see also Flaviviridae) ... make reverse genetics of all kinds of RNA viruses equally challenging This book Reverse Genetics of RNA Viruses: Methods and Protocols is a compilation of 16 chapters summarizing reverse genetics. .. negative-stranded RNA viruses Daniel R Perez (ed.), Reverse Genetics of RNA Viruses: Methods and Protocols, Methods in Molecular Biology, vol 1602, DOI 10.1007/978-1-4939-6964-7_2, © Springer Science+Business... Daniel R Perez (ed.), Reverse Genetics of RNA Viruses: Methods and Protocols, Methods in Molecular Biology, vol 1602, DOI 10.1007/978-1-4939-6964-7_1, © Springer Science+Business Media LLC 2017

Ngày đăng: 16/05/2017, 23:21

Từ khóa liên quan

Mục lục

  • Preface

  • Contents

  • Contributors

  • Chapter 1: Reverse Genetics for Mammalian Orthoreovirus

    • 1 Introduction

    • 2 Materials

      • 2.1 Cell Lines and Reagents

      • 2.2 Reovirus-�Encoding Plasmid DNAs

      • 2.3 Confirmation of Reovirus Genes

      • 3 Methods

        • 3.1 Generation of Recombinant Reovirus Using BHK-T7 Cells

        • 3.2 Recovery and Isolation of Recombinant Reoviruses

        • 3.3 Confirmation of Recombinant Reovirus

        • 4 Notes

        • References

        • Chapter 2: Development and Characterization of an Infectious cDNA Clone of Equine Arteritis Virus

          • 1 Introduction

          • 2 Materials

            • 2.1 Assembly of the Infectious cDNA Clone

            • 2.2 Rescue of Recombinant Virus

            • 3 Methods

              • 3.1 General Strategy for the Assembly of Full-Length EAV VBS cDNA Clone

              • 3.2 RT-PCR Amplification of EAV VBS Genome into Two Overlapping Fragments

              • 3.3 Assembly of the Full-­Length Infectious cDNA Clone of EAV

              • 3.4 Transformation of Competent E. coli and Purification of Plasmid DNA

              • 3.5 Storage of Bacterial Cultures

Tài liệu cùng người dùng

  • Đang cập nhật ...

Tài liệu liên quan